MODUL PARASITOLOGI KLINIK (UPDATE)

PARASITOLOGI KLINIK UPDATE

MUHAMMAD ARIEF FADILLAH

BAB I

PEMERIKSAAN FESES SEDIAAN LANGSUNG 

A.   Tujuan Umum

Memahami cara pemeriksaan langsung (sediaan basah) feses untuk diagnosis parasit

B.   Tujuan Khusus

Mampu melakukan pemeriksaan feses cara langsung (Sediaan Basah) dengan larutan garam fisiologis, lugol, eosin atau air

C.   Prinsip Pemeriksaan Feses cara Langsung (Sediaan Basah)

Dalam feses dapat ditemukan stadium :

Telur dan larva cacing (Nematoda Usus), Vegetatif dan kista (Protozoa)

D.   Materi Capaian Pembelajaran

Feses mengandung telur cacing Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura, Enterobius vermicularis / Oxyuris vermicularis dan Ancylostoma duodenale / Necator americanus

Feses mengandung sel vegetatif dan kista Entamoeba histolytica, Entamoeba coli dan Giardia lambia

E.   Pemeriksaan Langsung untuk Identifikasi Protozoa dan Kecacingan

Protozoa usus yang ditemukan dalam tinja dikenal dalam stadium vegetatif dan kista. Stadium vegetatif harus diperiksa dalam feses segar karena pergerakan yang khas dapat dilihat jelas. Dalam feses yang sudah tidak segar lagi stadium vegetatif akan mati dan tidak dapat terlihat lagi pergerakannya. Sedangkan stadium kista dapat tahan lama dalam feses.

Feses untuk pemeriksaan parasit cacing (Nematoda Usus) sebaiknya juga diperiksa dalam keadaan segar, pada sampel feses dapat ditemukan stadium telur, larva bahkan cacing dewasa.

Pada pemeriksaan mikroskopik feses dapat ditemukan :

a.    Tropozoit dan kista protozoa usus

b.   Telur dan larva cacing

c.    Sel darah merah (menunjukkan adanya ulserasi atau masalah perdarahan lainnya)

d.   Sel darah putih (Polimorfonuklear Netrofil / PMN menunjukkan adanya peradangan)

e.    Sel darah putih (Eosinophil menunjukkan adanya respon imun akibat infeksi parasit)

f.     Makrofag (terdapat pada infeksi bakteri dan parasit)

g.    Kristal Charcot-Leyden (ditemukan bila terjadi desintegrasi eosinophil)

h.   Jamur (Candida sp. Dan jamur seperti ragi lainnya)

i.     Sel-sel tanaman (butiran tepung sari / spora jamur dapat menyerupai beberapa telur cacing / kista protozoa

j.     Serat-serat tanaman / rambut / kapas yang dapat menyerupai larva cacing.

Pada pemeriksaan feses cara langsung ada 3 teknik yang umum dipakai untuk diagnosis protozoa usus dan nematoda usus yaitu pemeriksaan dengan garam faal (NaCl fisiologis), larutan eosin 2% dan lugol (iodium). 

1.   Teknik pemeriksaan feses dengan garam faal (NacL 0,9%)

Cara ini dapat dipakai untuk pemeriksaan stadium vegetatif dan kista

a)    Alat dan Bahan

1)    Lidi (5 cm)

2)    Kaca benda

3)    Kaca tutup

4)    Pipet tetes

5)    Mikroskop

6)    Larutan garam faal 0,9 %

7)    Feses yang akan diperiksa

b)    Prosedur

1)    Diteteskan 1 tetes garam faal di atas kaca benda yang bersih dan kering

2)    Diambil sedikit feses dengan sebatang lidi

3)    Diaduk feses dan garam faal sehingga didapat suspensi yang homogen

4)    Ditutup sediaan dengan kaca tutup secara hati-hati agar tidak terbentuk gelembung udara

5)    Diperiksa sediaan dengan mikroskop dengan perbesaran lemah (10 x 10), bila sudah menemukan parasitnya, pembesaran dapat dibesarkan menjadi (40 x 10).

2.   Teknik Pemeriksaan Feses dengan Eosin 2%

Cara ini bagus dipakai untuk pemeriksaan stadium vegetatif, kista protozoa dan telur atau larva cacing.

a)    Alat dan Bahan

1)    Lidi (5 cm)

2)    Kaca benda

3)    Kaca tutup

4)    Pipet tetes

5)    Mikroskop

6)    Larutan eosin 2%

7)    Feses yang akan diperiksa

b)    Prosedur

1)    Diteteskan 1 tetes eosin di atas kaca benda yang bersih dan kering

2)    Diambil sedikit feses dengan sebatang lidi

3)    Diaduk feses dan eosin sehingga didapat suspensi yang homogen

4)    Ditutup sediaan dengan kaca tutup secara hati-hati agar tidak terbentuk gelembung udara

5)    Diperiksa sediaan dengan mikroskop pada perbesaran halus (10 x 10), bila sudah ditemukan parasitnya, dapat dibesarkan menjadi (10 x 40)

3.   Teknik Pemeriksaan feses dengan Lugol

Pada teknik ini stadium vegetatif protozoa menjadi bulat karena mati, sehingga pemeriksaan stadium vegetatif menjadi sukar dicari. Cara ini dipakai untuk pemeriksaan stadium kista atau protozoa dan telur atau larva cacing.

a)    Alat dan bahan

1)    Feses yang akan diperiksa

2)    Lidi (kurang lebih 5 cm) untuk mengambil feses

3)    Kaca objek

4)    Kaca tutup

5)    Air / garam faal / lugol / eosin

b)    Prosedur

Cara pembuatan sediaan lugol sama dengan cara eosin. Hanya sediaan tidak perlu terlalu tipis.

                 Teknik pembacaan mikroskop

                 Gambar 1. Metode pemeriksaan sediaan basah dengan objektif 10x

 

F.   Interpretasi Hasil dengan Gambar

Gambarlah hasil identifikasi pemeriksaan feses secara langsung dengan berbagai larutan.

Larutan : ………………………….

Parasit	Perbesaran 10 x 40
Ascaris lumbricoides	Stadium …..
Trichuris trichiura	Stadium .....
Cacing tambang	Stadium …..
Entamoeba histolytica	Stadium …..
Entamoeba coli	Stadium …..
Giardia lambia	Stadium …..

 

G.   Rangkuman

H.   Latihan Soal

BAB II

PEMERIKSAAN FESES CARA KONSENTRASI

A.   Prinsip Menghitung Telur Cacing dengan Metode Kato-Katz

Pada teknik ini digunakan selofan (Cellophane tape) yang telah direndam dalam campuran glisirin dan malacheet green 3%. Celofan digunakan sebagai pengganti kaca tutup. Pada teknik ini telur cacing dapat ditemukan lebih banyak sebab feses yang diperiksa lebih banyak (50 mg) sehingga mudah dihitung untuk mengetahui intensitas infeksi.

1.   Tujuan Umum

Memahami pemeriksaan feses cara konsentrasi untuk diagnosis cacing secara kualitatif dan kuantitatif dengan metode Kato-Katz

2.   Tujuan Khusus

Mampu mengidentifikasi dan menghitung telur cacing dengan metode Kato-Katz

3.   Alat dan Bahan

a)    Selofan ukuran kurang lebih 2,5 x 3 cm

b)    Larutan untuk memulas selofan yang terdiri atas (100 mL aquades, 100 mL gliserin, 1 mL malacheet green 3% (optional))

c)    Selofan direndam dalam larutan di atas selama 18-24 jam sebelum digunakan

d)    Kawat kasa halus selebar kurang lebih 3x4 cm yang telah dilobangi bagian tengahnya (diasumsikan isi feses pada lubang karton setara 50 mg)

e)    Kaca objek

f)     Tutup botol dari karet (untuk meratakan feses pada selofan)

g)    Kertas saring selebar 10 x 10 cm

h)   Kertas berminyak tidak tembus air selebar 10 x 10 cm

i)     Potongan bambu / lidi

j)     Feses yang akan diperiksa 

4.   Prosedur

a)    Kertas saring diletakkan di atas kertas berminyak di meja laboratorium

b)    Feses yang akan diperiksa diambil sebanyak banyaknya dengan lidi dan diletakkan di atas kertas saring

c)    Selanjutnya kawat kasa diletakkan di atas feses

d)    Diambil kaca objek dan diletakkan kertas karton di atas kaca objek, posisi lubang kertas karton harus berada di tengah kaca objek

e)    Ditekan kawat kasa dengan lidi di atas feses, kemudian dengan lidi, feses di atas kawat kasa dimasukkan dalam lubang kertas karton

f)     Diisi lubang karton sampai rata dengan permukaan kertas karton

g)    Selanjutnya diangkat kertas karton dan feses dalam lubang akan tertinggal di atas kaca objek

h)   Ditutup feses yang ada di atas kaca objek dengan selofan

i)     Ditekan selofan dengan tutup botol karet untuk meratakan feses di bawah selofan

j)     Diletakkan sediaan secara terbalik di atas kertas saring

k)    Dibiarkan sediaan selama 30-60 menit

l)     Kemudian dihitung telur cacing, jumlah telur cacing X 1000/50 sama dengan jumlah telur dalam 1 gram feses. 

5.   Interpretasi Hasil dan Gambar

Bandingkan hasil perhitungan telur cacing antara teknik langsung dengan teknik Kato-Katz

Jenis telur	Pemeriksaan langsung	Kato-Katz
Ascaris lumbricoides
Trichuris trichiura
Cacing tambang

 

B.   Prinsip Konsentrasi Feses  Metode Flotasi/ Teknik NaCl Jenuh (Wilis, 1921)

Bila parasit sulit ditemukan pada pemeriksaan pada pemeriksaan langsung karena jumlah parasitnya sedikit maka dapat dilakukan pemeriksaan secara konsentrasi dengan metode Flotasi. Metode ini dirancang untuk memisahkan telur cacing / larva ataupun protozoa dari debris / kotoran pada feses berdasarkan perbedaan berat jenis. Telur cacing yang berat jenisnya lebih ringan dari larutan konsentrasinya akan mengapung di atas permukaan larutan. Telur cacing Ascaris lumbricoides tidak dibuahi, beberapa telur cacing pita dan telur Trematoda yang besar tidak dikonsentrasikan dengan metode ini, demikian juga dengan tinja yang banyak mengandung lemak.

 

1.   Tujuan umum

Memahami pemeriksaan feses cara konsentrasi

 

2.   Tujuan khusus

Melakukan pemeriksaan feses cara konsentrasi metode Flotasi

3.   Alat dan Bahan

a)    Larutan garam faal jenuh (larutan brine)

b)    Feses yang akan diperiksa

c)    Gelas kimia 30 mL

d)    Sepotong bambu / lidi untuk mengaduk

e)    Tabung reaksi

f)     Kaca objek

g)    Kaca tutup 

4.   Prosedur

a)    Diisi tabung reaksi dengan larutan brine sampai penuh

b)    Pada gelas kimia dicampurkan setengah sendok teh feses segar dengan larutan brine (yang ada dalam tabung reaksi) sedikit demi sedikit sambil diaduk agar tercampur homogen

c)    Dituang kembali seluruh isi gelas kimia kedalam tabung reaksi sampai penuh. Bagian yang kasar yang terapung pada permukaan larutan diangkat dengan lidi.

d)    Diletakkan kaca tutup di atas tabung sehingga menyentuh permukaan larutan

e)    Diamkan 45 menit, setelah itu kaca tutup diambil dan diletakkan diatas kaca objek

f)     Diperiksa di bawah mikroskop 

5.   Interpretasi Hasil dengan Gambar

 

C.   Rangkuman

 

D.   Latihan Soal

 BAB III

PEMERIKSAAN LARVA HARADA-MORI 

A.   Prinsip Metode Modifikasi Biakan Harada-Mori (Kosin, 1973)

Teknik ini dipakai untuk mendeteksi infeksi ringan cacing tambang dan Strongyloides stercoralis. Teknik Harada-Mori berguna untuk diagnosis lab infeksi nematoda yang stadium larvanya ada yang menetas di tanah atau di jaringan. Dengan teknik ini telur cacing dapat berkembang menjadi larva infektif pada kertas saring. Pada teknik ini feses yang akan dikultur tidak boleh dimasukkan dalam lemari es karena telur cacing tambang sensitif terhadap suhu dingin sehingga tidak akan melanjutkan perkembangannya.

1.   Tujuan Umum

Memahami pemeriksaan biakan feses metode modifikasi Harada-mori

2.   Tujuan Khusus

Melakukan pembiakan tinja metode modifikasi Harada-mori

3.   Alat dan Bahan

a)    Tabung Sentrifus

b)    Kantong plastik es mambo yang ujungnya dibuat sempit dan tertutup

c)    Kertas saring ukuran 25 x 150 mm, yang ujungnya dibuat runcing dengan cara melipat bagian dasar kantong, kemudian pada bagian lipatas dipanaskan di atas api kecil sehingga merekat

d)    Akuades

e)    Lidi

f)     Feses yang akan diperiksa 

4.   Prosedur

a)    Dioleskan feses secukupnya pada bagian tengah kertas saring

b)    Dimasukkan kertas saring yang sudah dioles tinja kedalam kantong plastik lebih dulu sehingga ujung kertas masuk kebagian sempit kantong plastik

c)    Dimasukkan akuades kurang lebih 2 cc ke dalam kantong plastik sehingga kertas saring yang ada olesan tinja menjadi basah dan air tertampung dibagian ujung sempit kantong plastik

d)    Ditutup kantong plastik dengan dipanaskan dengan api

e)    Digantungkan dengan kantong plastik dengan penjepit kertas

f)     Dibiarkan selama 4-7 hari pada suhu kamar

g)    Diperiksa larva dalam air di ujung sempit kantong plastik

h)   Penyerapan air yang terjadi pada kertas saring akan membasahi kertas saring tersebut berikut tinja dan air yang terserap sampai ke puncak kertas saring, akan membawa zat-zat feses yang larut dalam air dan mengendap. Dibagian puncak kertas saring larva yang sudah berkembang menjadi bentuk infektif akan bermigrasi ke bawah dan berkumpul pada dasar cairan sehingga larva dapat dilihat dengan kaca pembesar atau dapat diambil dengan pipet dan kemudian diperiksa di bawah mikroskop. 

B.   Rangkuman

C.   Latihan Soal

 

BAB IV

PEMERIKSAAN ANAL SWAB MODIFIKASI 

A.   Prinsip Metode Modifikasi Usap Anus

Cacing betina meletakkan telurnya sekitar perianal (anus) pada malam hari, sehingga spesimen (usap anus) harus diambil pagi hari sebelum pasien mandi atau buang air besar. Seseorang dinyatakan bebas dari infeksi Oksiuriasis apabila sedikitnya dilakukan 4 kali pemeriksaan berturut-turut dengan hasil negatif.

1.   Tujuan Umum

Memahami cara pemeriksaan laboratorium untuk diagnosis Oxyuris vermicularis. 

2.   Tujuan Khusus

a)    Mampu melakukan pemeriksaan usap anus (anal swab)

b)    Mengidentifikasi telur atau cacing Oxyuris vermicularis

3.   Alat dan Bahan

a)    Usap anus (anal swab modifikasi)

                     Gambar 2. Alat modifikasi anal swab / usap anus

4.   Prosedur

a)    Alat perekat selofan (transparan) direkatkan pada stik es krim

b)    Selofan dilingkarkan (sisi berperekat kearah luar) di atas penekan lidah dari kayu

c)    Selofan ditekan yang kuat pada lipatan perianal kanan dan kiri. Cacing keremi stadium telur yang ada di kulit akan menempel pada selofan

a)    Ditekan sisi yang lengket pada kaca objek dan mikroskop digunakan untuk mencari cacing keremi stadium telur.

Catatan : pengambilan harus dilakukan pada pagi hari sebelum pasien mandi atau bersih-bersih (kamar mandi)

B.   Rangkuman Soal

 

C.   Latihan Soal

BAB V

PEMERIKSAAN FILARIASIS

 

A.   Pembuatan Sediaan Darah Jari (SDJ) Filariasis dengan Giemsa

Prinsip teknik ini untuk mengidentifikasi mikrofilaria yang beredar dalam darah sehingga pada teknik ini diperlukan spesimen darah dan karena sifat periodisitas. Mikrofilaria limfatik di Indonesia bersifat nokturna (malam) maka pengambilan darahnya harus dilakukan pada malam hari (22.00-24.00).

Pembuatan sediaan darah jari dapat digunakan dengan volume darah 20 µL atau 60 µL dengan pewarnaan Giemsa sebagai pewarnaan standar  untuk mikrofilaria. Pewarnaan ini berfungsi untuk melihat bentuk badan mikrofilaria, letak susunan inti badan dan sarung badan yang terwarnai merah atau kepucatan. 

1.   Tujuan Umum

a)    Memahami cara diagnosis mikroskopik filariasis sediaan darah jari

b)    Memahami cara diagnosis serologi filariasis 

2.   Tujuan Khusus

a)    Mampu membuat sediaan darah jari filarial

b)    Mampu memulas sediaan darah jari filarial dengan Giemsa

c)    Menjelaskan pemeriksaan serologi filariasis 

3.   Alat dan Bahan

a)    Kaca objek

b)    Pewarnaan Giemsa

c)    Methanol

d)    Darah malam yang akan diperiksa 

4.   Prosedur

a)    Pembuatan SDJ 20 µL dan 60 µL

Gambar 3. Pembuatan SDJ 20 µL dan 60 µL

1)    Dibuat sediaan darah tebal dengan jumlah kira-kira 20 µL

2)    Lebarkan tetesan darah sebesar diameter 1,5 cm dan keringkan

3)    Setelah kering darah tebal dihemolisis dengan air sampai warna merah hilang

4)    Setelah itu sediaan darah dikeringkan

5)    Setelah kering, difiksasi dengan methanol 1-2 menit dan selanjutnya diwarnai dengan larutan Giemsa 15-20 menit

6)    Dicuci sediaan darah dengan air sampai warna kelebihan hilang (jangan sampai sediaan darahnya terlepas)

7)    Dikeringkan dan diperiksa dibawah mikroskop 

5.   Interpretasi Hasil dengan gambar

Gambarlah hasil identifikasi pemeriksaan filariasis dengan pewarnaan Giemsa

B.   Pemeriksaan Serologi Filariasis

Tes ini dilakukan untuk mengatasi kendala pada daerah yang sangat sulit dijangkau pada malam hari dan mampu mendeteksi adanya mikrofilaria dalam jumlah yang sedikit atau adanya infeksi tersembunyi (cryptic infection)

1.    Brugia Rapid Test

a)    Prinsip pemeriksaan

Tes ini bertujuan untuk mendeteksi antibodi Brugia malayi dan Brugia timori pada sampel (serum / plasma / whole blood) manusia. Sebagai marker infeksinya adalah antibodi sub class IgG4 spesifik Brugia malayi dan Brugia timori.

Berdasarkan prinsip imunokromatografi yang terjadi pada strip membrane nitran selulose, apabila pada sampel terdapat antibodi maka akan segera bereaksi dengan antigen rekombinan spesifik yang telah dilapisi pada strip tersebut dan terbentuklah ikatan kompleks antigen-antibodi yang terlihat dalam bentuk garis pada tes strip tersebut.

Gambar 4. Brugia Rapid Test

b)    Alat dan bahan

1)    Brugia test kit (Strip test + buffernya)

2)    Darah / serum / plasma yang akan diperiksa

c)    Prosedur

1)    Untuk serum / plasma, ditambahkan 25 µL sampel pada lubang kotak sampel. Sampel akan membasahi strip kearah atas dan dibiarkan terus sampai mencapai batas garis biru

2)    Untuk darah (whole blood), ditambahkan 35 µL darah pada lubang kotak sampel. Selanjutnya ditambahkan 1 tetes buffer pada lubang yang sama. Plasmanya akan merembes kedaerah atas membran dan dibiarkan terus mengalir sampai mencapai batas garis biru

3)    Ditambahkan 3 tetes buffer pada lubang bulat dibagian atas strip

4)    Dibaca hasilnya setelah 15 menit. Interpretasi hasil dilakukan sesuai dengan petunjuk yang ada pada test card.

d)    Interpretasi Hasil dan Gambar

 

2.    Bancroftian test

a)    Prinsip Pemeriksaan

Merupakan suatu test imunodiagnostik in-vitro untuk mendeteksi antigen Wuchereria bancrofti dalam darah / serum / plasma. Sebagai marker infeksinya adalah antigen Wuchereria bancrofti. Tes ini menggunakan antibodi antifilarial polyclonal yang dikeringkan dan dapat mendeteksi antigen W.bancrofti yang larut dan bersirkulasi di dalam darah manusia yang terinfeksi.

Apabila pada testcard ditambahkan sampel darah/ serum / plasma yang mengandung antigen Wuchereria bancrofti, maka secara imunokromatografi akan terjadi ikatan antigen-antibodi pada card tersebut yang hasilnya ditampilkan dalam bentuk garis pada test trip tersebut.

Gambar 5. Bancroftian test

b)    Alat dan Bahan

1)    Wuchereria bancrofti test card (the binaxNOW filariasis)

2)    Darah / serum / plasma yang akan diperiksa

c)    Prosedur

Sesuai insert produk The binaxNOW filariasis

1)    Dibuka kartu tes dan diletakkan pada tempat yang datar

2)    Diteteskan 100 µL darah whole blood yang diambil dengan capillary tube  yang mengandung heparin atau EDTA ke papan sampel berwarna putih di atas papan sampel yang berwarna merah muda

3)    Ditunggu selama 30 detik sampai 1 menit hingga sampel mengalir ke papan sampel berwarna pink, sampai papan sampel telah basah seluruhnya

4)    Dilepaskan penutup perekat yang berada di tepi kartu

5)    Ditutup dan direkatkan kedua sisi kartu

6)    Ditunggu 15 menit untuk membaca hasil

7)    Interpretasi hasil dilakukan sesuai dengan petunjuk yang ada pada kartu tes.

d)    Interpretasi Hasil dan Gambar

C.   Rangkuman Soal

D.   Latihan Soal

 

BAB VI

PEMERIKSAAN FESES TEKNIK KONSENTRASI PROTOZOA

 

A.   Prinsip Konsentrasi Tinja Metode Sedimentasi (Eter-Formalin)

Teknik ini dilakukan untuk mendeteksi parasit dengan jumlah sedikit yang mungkin tidak ditemukan pada pemeriksaan langsung. Metode ini dirancang untuk memisahkan telur cacing/larva ataupiun protozoa dari debris/kotoran pada tinja berdasarkan perbedaan berat jenis. Pada metode sedimentasi melalui sentrifugasi telur cacing / larva / protozoa akan berada pada lapisan sedimen di dasar tabung sedangkan debris tinja atau lemak akan mengambang pada bagian atas tabung (pada lapisan eter). 

1.   Tujuan umum

Memahami pemeriksaan tinja cara konsentrasi

2.   Tujuan khusus

Melakukan pemeriksaan tinja cara konsentrasi metode sedimentasi

3.   Alat dan bahan

a)    Tinja setengah sendok teh

b)    Formalin 10% sebanyak 10 mL

c)    Etil eter (dapat diganti etil asetat)

d)    Larutan garam faal

e)    Gelas kimia 100 mL

f)     Tabung sentrifus 15 mL

g)    Batang pengaduk

h)   Kain kassa 2 lapis (diletakkan diatas corong)

4.   Prosedur

a)    Dicampurkan setengah (sendok teh) tinja segar dengan 10 mL formalin 10% pada gelas kimia, aduk 30 menit agar tercampur adekuat

b)    Disaring dengan kain kasa campuran tinja ke dalam tabung sentrifus 15 mL

c)    Ditambahkan larutan garam faal hingga hamper mencapai tepi atas tabung dan sentrifus selama 2 menit pada 2000 rpm

d)    Dituang larutan supernatan dan tinggalkan sedimennya. Lalu ditambahkan lagi garam faal hingga hampir penuh dan sentrifus kembali selama 2 menit pada 2000 rpm. Bila pada pencucian pertama ini supernatannya sudah jernih, pencucian kedua ditiadakan

e)    Dibuang supernatannya dan dilarutkan sedimen didasarnya dengan formalin 10% sampai mencapai setengah tabung

f)     Ditambahkan 3 mL etil-eter, sumbat dan kocok selama 30 detik. Hati-hati tekanannya akibat kocokan dapat berakibat sumbat terpental daeri tabung

g)    Disentrifus selama 2-3 menit pada 2000 rpm. Setelah disentrifus akan terdapat 4 lapisan yaitu : sedimen didasar tabung yang mengandung parasit, lapisan formalin, di atas formalin terdapat lapisan berupa kotoran tinja/lemak dan lapisan teratas adalah eter

h)   Dibuang supernatan dengan hati-hati, satu atau dua tetes cairan yang tersisa dicampur dengan sedimen yang ada dan dibuat sediaan basah. Periksa di bawah mikroskop. 

5.   Interpretasi Hasil dengan Gambar

 

B.   Rangkuman

C.   Latihan soal

 

BAB VII

PEMERIKSAAN DARAH PARASIT

 

A.   Tujuan umum

1)    Mengetahui cara pembuatan sediaan darah malaria

2)    Memahami parasit Plasmodium sp. Yang menyebabkan malaria

3)    Memahami cara diagnosis malaria pada sediaan tebal dan tipis

4)    Mengetahui Rapid tes malaria sebagai salah satu cara diagnosis malaria

5)    Mengetahui cara perhitungan parasit count pada sediaan darah positif

B.   Tujuan khusus

1)    Melakukan pembuatan sediaan darah tebal dan tipis

2)    Melakukan pewarnaan sediaan tebal dan tipis dengan Giemsa 3%

3)    Menjelaskan tanda khusus stadium/bentuk tropozoit, skizon dan gametosit

4)    Menjelaskan prinsip dan interpretasi hasil rapid tes untuk diagnosis malaria

5)    Memahami cara perhitungan parasit pada sediaan darah tebal secara semi kuantitatif dan kuantitatif

C.   Prinsip pemeriksaan darah untuk parasit Plasmodium sp.

Plasmodium sp. merupakan parasit yang menyebabkan malaria, parasit ini hidup dalam sel darah merah. Ukurannya hanya beberapa mikron dan untuk mendeteksi plasmodium sp. dalam darah perlu digunakan pewarnaan standar Giemsa.

          Giemsa merupakan zat warna yang terdiri dari eosin (pemberi warna merah pada sel darah merah) dan metilin azur (pemberi warna merah pada inti parasit) serta methylin biru (pemberi warna biru pada sitoplasma sel). Ketiga zat tersebut dilarutkan dalam alkohol atau methanol ditambah gliserin dan dikenal sebagai larutan Giemsa stock yang derajat keasamannya netral. Giemsa stock yang ingin digunakan harus diencerkan dahulu dengan air / aquades / buffer untuk melarutkan elemen zat warna giemsa secara homogen 45-90 menit. Elemen zat warna giemsa sebagian akan mengendap dan sebagian lagi akan naik ke permukaan membentuk lapisan tipis seperti minyak (goldes scum). Giemsa stock tidak  boleh tercemar air.

          Rapid diagnostic test (RDT) bekerja dengan mekanisme tes berdasarkan deteksi antigen parasit malaria yang lisis dalam darah terhadap antibodi yang terdapat pada RDT melalui metode imunokromatografi.

          Perhitungan parasit (Parasit count) dilakukan pada sediaan darah tebal dengan tujuan untuk mengetahui berat ringannya infeksi malaria pada seseorang yang dihitung dalam 1 mm3 darah. Sediaan darah dinyatakan negatif / tidak ditemukannya parasit jika minimum pada pemeriksaan 100 lapang pandang tidak ditemukan parasit plasmodium (pada 10-20 leukosit pada setiap lapang pandang). Apabila jumlah leukosit pada 1 lapang pandang terdapat 10 leukosit maka tidak termasuk dalam lapang pandang yang dihitung.

Cara membaca sediaan darah tebal dimulai dari ujung kiri atas kaca benda kearah kanan dan seterusnya. Jika sudah ditemukan satu jenis spesies parasit pada sediaan darah, pemeriksaan harus melihat keseluruhan lapang pandang sediaan darah karena kemungkinan dapat ditemukan jenis spesies lainnya (mixed infection) dan dapat ditemukan beberapa stadium lainnya pada satu sediaan darah. Seperti contoh, bila ditemukan gametosit pada sediaan darah, artinya penderita malaria dengan stadium parasit yang lebih lanjut.

D.   Materi Capaian Pembelajaran

1.   Teknik pemeriksaan darah malaria sediaan darah tipis

a)    Materi capaian pembelajaran

1)    Sifat pemeriksaan sediaan darah tipis :

·       Lebih sedikit darah dapat diperiksa dibandingkan dengan sediaan darah tebal

·       Morfologi parasit lebih jelas, sehingga lebih mudah untuk menentukan spesies dan stadium parasit

·       Perubahan eritrosit yang dihinggapi parasit dapat lebih jelas 

2)    Sifat pulasan sediaan darah tipis yang baik :

·       Sediaan harus tersebar rata dan bebas dari lemak dan garis-garis karena darah yang membeku

·       Ujung sediaan jangan sampai ke pinggir kaca benda dan sebaiknya ujung sediaan berbentuk lidah api

·       Sediaan darah tipis terdiri dari satu lapisan eritrosit dan letak eritrosit berdempetan tidak tumpang tindih

·       Eritrosit berwarna merah lembayung muda

·       Leukosit tampak jelas dan dapat dibedakan dengan granulosit, neutrophil, eosinophil dan basofil dengan inti berwarna biru lembayung tua

·       Trombosit berwarna lembayung muda

3)    Sifat parasit Plasmodium sp. pada sediaan darah tipis :

·       Perubahan eritrosit yang dihinggapi tergantung dari spesiesnya

·       Morfologi parasit tampak jelas, batas sitoplasma nyata

·       Sitoplasma berwarna biru dan kromatin/inti berwarna merah

b)    Alat dan bahan

1)    Sediaan darah tipis

2)    Larutan Giemsa (Giemsa stok dan pengencernya)

3)    Metil alkohol (metanol)

4)    Air mengalir 

c)    Prosedur

1)    Difiksasi sediaan darah dengan metanol selama 1 menit dan dikeringkan

2)    Diwarnai sediaan darah dengan Giemsa 3% selama 30 menit (tergantung dari konsentrasi Giemsa yang dipakai)

3)    Dicuci dengan air mengalir secara perlahan –lahan. Giemsa tidak boleh dibuang terlebih dahulu, melainkan harus dihanyutkan dengan air. Endapan yang terdapat dalam larutan tersebut akan melekat pada sediaan darah hingga menyukarkan pembaca hasil

4)    Dikeringkan dengan udara

5)    Diperiksa dengan mikroskop dengan pembesaran 10 x 100 

2.   Teknik Pemeriksaan darah malaria sediaan darah tebal

a)    Materi Capaian Pembelajaran

1)    Sifat pemeriksaan sediaan darah tebal :

·       Darah yang digunakan untuk pemeriksaan lebih banyak dibandingkan dengan sediaan darah tipis

·       Jumlah parasit lebih banyak dalam satu lapang pandang, sehingga pada infeksi ringan lebih mudah ditemukan

·       Bentuk / morfologi parasit tidak sama seperti pada sediaan darah tipis

·       Sediaan tidak boleh terlalu tebal (kurang lebih 50µ)

·       Sediaan harus bersih (tanpa endapan zat warna)

2)    Sifat pulasan sediaan darah tebal yang baik :

·       Stroma eritrosit sebagai dasar sediaan berwarna lembayung merah muda

·       Inti sel darah putih berwarna biru lembayung tua, granula dalam plasma biasanya tidak tampak, hanya granula eosinofil yang berwarna merah

·       Trombosit berwarna lembayung muda dan sering tampak berkelompok 

3)    Sifat parasit Plasmodium sp. pada sediaan darah tebal :

·       Parasit tampak lebih kecil, batas sitoplasma sering tidak nyata

·       Titik maurier dan titik zieman biasanya hilang sama sekali. Titik schufner sering dapat dilihat sebagai zona merah

·       Bentuk cincin sering juga tampak sebagai tanda seru / koma / burung terbang. Ketiga macam bentuk ini dapat dilihat terutama pada Plasmodium falciparum. Pada tropozoit yang sudah agak besar tampak pigmen, skizon terlihat jelas 

b)    Alat dan bahan

1)    Sediaan darah tebal

2)    Larutan Giemsa (Giemsa stok dan pengencerannya)

3)    Air yang mengalir

c)    Prosedur

1)    Sediaan darah tidak boleh terlalu tebal dan diameternya kurang lebih 1 cm (dibuat dengan 5-6 kali putaran). Sediaan tidak boleh difiksasi.

2)    Sediaan darah diwarnai dengan Giemsa 3% selama 20-30 menit (tergantung dari konsentrasi giemsa yang dipakai). Sediaan darah yang sudah lebih dari 24 jam harus dihemolis terlebih dahulu sebelum diwarnai

3)    Dicuci dengan air mengalir dengan sangat hati-hati, karena sediaan darah itu tidak difiksasi dan mudah terlepas. Jaga supaya endapan jangan sampai melekat pada sediaan darah

4)    Dikeringkan dan periksa dibawah mikroskop dengan perbesaran 10x100 

3.   Teknik Pemeriksaan darah Rapid Diagnostic Test (RDT Malaria)

a)    Materi Capaian Pembelajaran

Mekanisme kerja tes ini berdasarkan deteksi antigen parasit malaria yang lisis dalam darah terhadap antibodi yang terdapat pada RDT melalui metode imunokromatografi.

Ada 3 jenis antigen yang dipakai sebagai target, yaitu :

1)    HRP-2 (Histidine Rich Protein-2) : antigen yang disekresi ke sirkulasi darah dari penderita P. falciparum

2)    pLDH (pan lactate dehydrogenase) : enzim yang dihasilkan oleh keempat spesies plasmodium yang menginfeksi manusia

3)    Pan Aldolase adalah enzim yang dihasilkan oleh keempat spesies plasmodium yang menginfeksi manusia

b)    Alat dan bahan

1)    Paket RDT Malaria

2)    Assay buffer

3)    Pipet sampel / lancet / alkohol pad

4)    Darah kapiler

5)    Tissue 

c)    Prosedur

1)    Dibersihkan daerah / lokasi yang akan ditusuk menggunakan alkohol pad dan biarkan mongering beberapa saat

2)    Ditusuk dengan lancet lokasi kapiler yang akan dijadikan sampel darah, kemudian sedot darah dengan pipet sampel

3)    Diteteskan 5 µL sampel darah ke sumur bertanda “S”

4)    Ditambahkan 3 tetes buffer ke sumur “S”

5)    Hasil uji dibaca pada menit ke-25 jangan dibaca setelah lebih dari 30 menit

6)    Dilihat hasil berupa munculnya garis berwarna merah – ungu pada posisi C (Control) dan T (Test) / 1 dan/ 2

4.   Teknik Pemeriksaan Plasmodium semi kuantitatif dan kuantitatif 

a)    Menghitung Jumlah Parasit (Kuantitatif)

Jumlah parasit/µL darah dihitung berdasarkan jumlah leukosit (standar = 8000/µL). untuk perhitungan parasit diperlukan 2 buah tally counter, satu untuk menghitung parasit dan satunya untuk menghitung leukosit.

1)    Bila pada 200 leukosit ditemukan 10 parasit atau lebih, dicatat hasilnya per 200 leukosit

2)    Bila pada 200 leukosit hanya ditemukan 9 parasit atau kurang, lanjutkan pemeriksaan sampai menjadi 500 leukosit, dicatat hasilnya per 500 leukosit

3)    Jadi jumlah parasit dalam 1µL darah :

Jumlah parasit x 8000

Jumlah leukosit

4)    Apabila penghitungan parasit dilakukan terhadap 200 leukosit maka jumlah parasit dikalikan 40. Bila perhitungan parasit dilakukan terhadap 500 leukosit, jumlah parasit dikalikan 16

5)    Secara umum jumlah gametosit dan stadium aseksual dihitung secara terpisah 

b)    Menghitung Secara Semi Kuantitatif / sistem plus

Merupakan metode yang lebih sederhana untuk menghitung parasit dalam SD (Sediaan Darah) Tebal. Namun cara ini kurang memuaskan, hanya dilakukan apabila penghitungan dengan metode kuantitatif tidak memungkinkan. System ini menggunakan kode 1+ sampai 4+ seperti di bawah ini :

1)    1+ = 1 sampai 10 parasit dalam 100 lapang pandang SD Tebal

2)    2+ = 11 sampai 100 parasit dalam 100 lapang pandang SD Tebal

3)    3+ = 1 sampai 10 parasit dalam 1 lapang pandang SD Tebal

4)    4+ = >10 parasit dalam 1 lapang pandang SD Tebal.

E.   Interpretasi Hasil dengan gambar

 

F.   Rangkuman

 

G.   Latihan Soal

 Daftar Rujukan 

Gandahusada S, Herry DI dan Wita P. Parasitologi Kedokteran. Jakarta : FKUI, 2003

World Health Organization. 2010. Basic Malaria Microscopic. Part 1. Learner’sguide. 2^nd edition.

 Hadidjaja, P. Penuntun Laboratorium Parasitologi Kedokteran. Balai Penerbit FKUI, Jakarta. 1990

Rawina, W. dan Inderia D. Penuntun Praktikum Parasitologi. Jakarta : Poltekkes Kemenkes Jakarta III, 2014